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Meigen, 1818

Ces petits diptères méconnus ont des tarses 3 exceptionnellement longs

Ordre : Diptera
Sous-ordre : Nematocera
Infra-ordre : Culicomorpha
Super famille : Chironomoidea
Famille : Ceratopogonidae
Sous-famille : Ceratopogoninae
Tribu : Johannsenomyiini
Genre Macropeza
Espèce Macropeza albitarsis

Difficulté de détermination

Statut de conservation

Non évalué

Identification

• corps élancé
• thorax gris cendré
• longues ailes
• pattes longues et fines
• fémurs et tibias largement noirs (sauf dans le nord de l’Europe où ils peuvent être pâles)
• tarse 3 très long

Répartition géographique

Europe (Autriche, Belgique, République tchèque, Danemark, Estonie, France, Allemagne, Lituanie, Pologne,
Slovaquie, Suède, Pays-Bas, Ukraine)
Cartes INPN et GBIF

Biologie

Les larves sont aquatiques et vivent dans de petites rivières

Régime

Les femelles sont prédatrices d’autres petits insectes, principalement de diptères Chironomidae. Elles sont peut-être aussi hématophages (?). Les mâles ne se nourrissent pas.

Espèces semblables

Aucune en France.
Il existe une autre espèce en Espagne, Macropeza navasi, pour qui je ne trouve pas d’informations.

Sources

Le Monde des insectes
Diptera info
INPN
Notes on the Genus Macropeza Meigen and Description of a New Species from Florida
Macropeza and its Allies
Immature stages of Macropeza albitarsis

L’Hér. ex Aiton, 1789

Cette petite plante originaire d’Amérique du sud s’est naturalisée dans le sud ouest de la France

Famille : Onagraceae

Difficulté de détermination

Statut de conservation

Non applicable, espèce introduite

Identification

• tige dressée, grêle et ramifiée
• inflorescence en grappe lâche
• fleurs roses à larges pétales entiers
• stigmate à 4 lobes
• feuilles alternes, pétiolées, ovales et légèrement dentées
• les fruits sont des capsules en massue longuement pédicellées

Type végétatif

Vivace

Taille

Plante : 10 à 50cm de haut
Fleur : 10 à 20mm de diamètre

Habitat

Friches, fossés, haies, de 0 à 600m

Répartition géographique

Sud-ouest de la France
Espèce originaire d’Amérique du sud, naturalisée en Europe du sud Ouest, Amérique du nord, Afrique du sud, Australie, Asie
Cartes INPN et GBIF

Floraison

Espèces semblables

Elle ressemble un peu à certaines Epilobium, mais ces dernières ont des pétales plus étroits et plus ou moins échancrés.

Sources

INPN
World flora online
FLOREALPES
Wiktrop
Tela Botanica

Retour aux Onagraceae Retour aux Plantes à fleurs

Boheman, 1852

Cette petite punaise peut se rencontrer dans les friches riches en graminées

Ordre : Hemiptera
Sous-ordre : Heteroptera
Infra-ordre : Pentatomorpha
Super famille : Pentatomoidea
Famille : Pentatomidae
Sous-famille : Pentatominae
Tribu : Aeliini
Genre Aelia
Espèce Aelia rostrata

Difficulté de détermination

Statut de conservation

Non évalué

Identification

• corps fusiforme
• tête triangulaire
• coloration beige à lignes longitudinales plus sombres
• ligne centrale longitudinale blanche sur la tête, le pronotum et le scutellum
• 1 seule tache ou pas de tache sur les fémurs médians et postérieurs
• pas de trait noir au bord interne des cories
• nervures claires sur les encocories
• extrémité antérieure des buccules anguleuse

La sous-espèce rostrata possède une dent aigüe triangulaire sur les buccules
La sous-espèce cognataa les buccules anguleuses mais sans forte dent aigüe

Taille

9,5 à 12mm

Habitat

Friches et prairies sèches, peut se trouver en milieu plus humide en zone méditerranéenne

Répartition géographique

En France, zone méditerranéenne et sud-ouest de côte Atlantique
Espèce du Paléarctique ouest
Cartes INPN et GBIF

Période d’observation

Plantes hôtes

Poaceae : Achnatherum bromoides, Aegilops cylindrica, Bromus squarrosus, Cynosurus echinatus, Hordeum bulbosum, Hordeum vulgare, Poa trivialis, Secale cereale, Triticum aestivum

Parasitoïdes

Hyménoptère Scelionidae, parasitoïdes des œufs : Trissolcus djadetshko, Trissolcus grandis, Trissolcus manteroi, Trissolcus rufiventris, Trissolcus semistriatus, Trissolcus simoni, Trissolcus vassilievi

Espèces semblables

Aelia germari a l’extrémité antérieure des buccules arrondie. L’arrière de l’abdomen du mâle est différent (une échancrure au centre et des sinuosités latérales, contre 3 échancrures nettes pour A. rostrata). C’est une espèce dont la répartition en France est inconnue, elle a peut-être même disparu du pays.
Aelia klugii et Aelia notata possèdent un trait noir bordant la nervure radiale des cories, elles possèdent 6 lignes longitudinales de points noir sur la face ventrale et mesurent maximum 9mm.
Aelia acuminata possède deux taches noires à la face inférieure des fémurs postérieurs et médians

Sources

Le Monde des insectes
• Les Punaises Pentatomoidea de France, Roland Lupoli et François Dusoulier
INPN
Plant Parasites of Europe

Retour aux Pentatomidae Retour aux Punaises

Schrank, 1801

Ces pucerons généralement rencontrés sur les molènes causent un pliage vers le haut des feuilles qu’ils attaquent. Ceci semble sans conséquences pour la plante.

Ordre : Hemiptera
Sous-ordre : Sternorrhyncha
Infra-ordre :
Super famille : Aphidoidea
Famille : Aphididae
Sous-famille : Aphidinae
Tribu : Aphidini
Genre Aphis
Espèce Aphis verbasci

Difficulté de détermination

Statut de conservation

Non évalué

Identification

Aptère
• jaune doré au printemps, plutôt vert pâle en été, d’un vert plus foncé en automne
• corps légèrement pruineux
• paire de sclérites sombres sur le tergite 5
• bandes sombres sur les tergites 7 et 8 pouvant manquer
• cornicules noires et courbées
• cauda sombre et courte

Ailé
• tête et thorax sombres
• abdomen jaune à vert pâle
• sclérites marginales sur T2 à T4
• sclérites post corniculaires
• fortes bandes sombres sur T7 et T8
• petite sclérite médiane irrégulière sur T6

Répartition géographique

Europe jusqu’à l’est de la Russie, Moyen-Orient, Afrique du nord, Asie centrale et nord de l’Inde
Carte INPN
Carte GBIF

Période d’observation

Hivernation

Œufs

Biologie

Les pucerons vivent sur le dessous des feuilles basales et sur les graines en développement. Les œufs hivernent à l’abri sous les feuilles mortes de la plante hôte. Les fondatrices qui sortent des œufs se reproduisent par parthénogénèse et sont vivipares. Les formes sexuées (ovipares et mâles sans ailes) se développent en octobre. Après l’accouplement, on peut apercevoir les œufs oranges par transparence dans le corps des femelles. Chacune en pondra 2 ou 3 sur le dessous des feuilles. D’abord oranges, ils deviennent noir au bout de quelques jours.

Plantes hôtes

Scrophulariaceae : Buddleja davidii, Scrophularia canina, Verbascum boerhavii, Verbascum densiflorum, Verbascum giganteum, Verbascum lychnitis, Verbascum nevadense, Verbascum nigrum, Verbascum phlomoides, Verbascum pulverulentum, Verbascum sinuatum, Verbascum thapsiforme, Verbascum thapsus.
Plus rarement sur Eriobotrya japonica (Rosaceae) et Lantana camara (Verbenaceae)

Espèces semblables

Aucune, en tout cas sur Verbascum thapsus où je les ai photographiés

Sources

Plant Parasites of Europe
Influentialpoints

Retour aux Aphididae Retour aux Pucerons, Psylles et Cochenilles

Hardy, 1849

Cette petite mouche mine un grand nombre d’espèces d’Asteraceae. Elle fait partie d’un duo d’espèces très complexe à différencier.

Ordre : Diptera
Sous-ordre : Brachycera
Infra-ordre : Muscomorpha
Super famille : Opomyzoidea
Famille : Agromyzidae
Sous-famille : Phytomyzinae
Tribu :
Genre Chromatomyia
Espèce Chromatomyia syngenesi
ae

Difficulté de détermination de la mine

Statut de conservation

Non évalué

Identification

Mine
• forme des couloirs à la face supérieure des feuilles
• excréments formant des grains isolés
• nymphose dans la mine, généralement à la face inférieure de la feuille
• pupes blanches, les parasitées sont noires

Habitat

Assez commune en milieu urbain dans des habitats perturbés et dominés par l’homme

Répartition géographique

Europe
Cartes INPN et GBIF

Plantes hôtes

Asteraceae : Adenostyles; Ageratum houstonianum; Andryala; Arctium lappa, Arctium minus; Artemisia verlotiorum, Artemisia vulgaris; Bidens pilosus, Bidens tripartitus; Calendula officinalis; Callistephus chinensis; Carduus crispus; Carthamus; Centaurea calcitrapa, Centaurea jacea, Centaurea orientalis; Chrysanthemum indicum; Cichorium intybus; Cirsium appendiculatum, Cirsium arvense, Cirsium helenioides; Coleostephus myconis; Coreopsis; Crepis; Dahlia pinnata; Erechtites; Erigeron canadense; Eupatorium cannabinum; Filago; Gaillardia; Galinsoga parviflora, Galinsoga quadriradiata; Gerbera jamesonii; Guizotia; Helianthus annuus; Helichrysum; Helminthotheca echioides; Inula oculus-christi; Jacobaea aquatica, Jacobaea vulgaris; Kleinia neriifoloia; Lactuca muralis, Lactuca sativa, Lactuca serriola, Lactuca viminea; Leontodon hispidus; Leontopodium; Leucanthemum vulgare; Pericallis cruenta; Pulicaria dysenterica; Reichardia picroides; Rudbeckia laciniata; Schizogyne sericea; Scorzoneroides autumnalis; Senecio duriaei, Senecio inaequidens, Senecio squalidus, Senecio vulgaris, Senecio viscosus; Sonchus arvensis, Sonchus asper, Sonchus leptocephalus, Sonchus oleraceus; Symphyotrichum ericoides; Taraxacum officinale; Tripleurospermum inodorum; Zinnia elegans

Parasitoïdes

Hyménoptère Eulophidae : Diglyphus poppoea

Espèces semblables

Celle-ci a été confirmée par Willem N. Ellis du site “Plant parasite of Europe”. Sur sa page, il explique que Chromatomyia syngenesiae et Chromatomyia horticola sont deux espèces très proches, auparavant regroupées sous le nom commun de Phytomyza atricornis. Le seul moyen de différencier ces deux espèces est d’examiner les genitalia de mâles.
Chromatomyia syngenesiae vit presque exclusivement sur les Astéracées, tandis que Chromatomyia horticola a été trouvée sur au moins 24 familles de plantes à fleurs, avec une préférence marquée pour les Astéracées, les Brassicacées et les Fabacées. Les deux espèces fréquentent le même type de milieu. Pour les mines, je classerais les mines de ce type sur Asteraceae en “Chromatomyia cf syngenesiae” et celle sur les autres familles de plantes en Chromatomyia horticola.

Sources

Plant Parasites of Europe
INPN

Retour aux Agromyzidae Retour aux Diptères

Esper, 1787

Ce joli papillon peut s’observer volant en pleine journée dans les landes à genêts

Ordre : Lepidoptera
Sous-ordre : Glossata
Infra-ordre : Heteroneura
Super famille : Geometroidea
Famille : Geometridae
Sous-famille : Ennominae
Tribu : Macariini
Genre : Isturgia
Espèce : Isturgia famula

Difficulté de détermination

Statut de conservation

Non évalué

Identification

• aile antérieure à bandes brunes transversales
• aire médiane blanchâtre d’étendue variable
• macules distales blanchâtres plus ou moins étendues
• frange rayée blanc/brun
• ailes postérieures jaunes à bandes brunes transversales
• dessous des ailes postérieures à stries blanches fragmentées rayonnantes

Chenille
• corps allongé, vert à vert brunâtre
• flancs vert jaunâtre
• épaisse ligne latérale vert foncé sur les flancs
• double ligne fine médiodorsale vert foncé
• très fines lignes latérodorsales foncées, parfois très peu visibles

Taille

22 à 27mm d’envergure

Habitat

Peuplements de genêts, landes chaudes et pelouses rases, jusqu’à 1500m

Répartition géographique

Europe occidentale
En France, presque partout , absente ou plus rare dans le nord et le nord-est, mais localisée dans les peuplements de genêts. Absente de Corse.
Cartes INPN et GBIF

Comportement

La papillon vole de jour

Période de vol

Hivernation

Chrysalide

Plantes hôtes

Cytisus grandiflorus, Cytisus scoparius, Genista pilosa, Genista tinctoria, Retama, Sarothamnus

Espèces semblables

• La Phalène bordée (Isturgia limbaria) a le dessous des ailes un peu similaire, mais plus fortement piqueté et marqué de tirets noirs. Le dessus des ailes est par contre différent, en grande partie jaune avec les marges noires.
Ematurga atomaria est un peu semblable à certaines formes d’I. famula mais les dessins sont similaires sur les ailes antérieures et postérieures et il n’y a pas de trace de point cellulaire (ce n’est pas toujours le cas chez I. famula).

Sources

• Papillons de nuit d’Europe vol2, Géomètres, NAP éditions
Oreina
lepinet.fr
INPN
Lepiforum
Plant Parasites of Europe

Retour aux Geometridae Retour aux Lépidoptères

Fabricius, 1793

Cette andrène est très spécialisée puisqu’elle ne récolte le pollen que des bryones pour nourrir ses larves

rdre : Hymenoptera
Sous-ordre : Apocrita
Infra-ordre : Aculeata
Super famille : Apoidea
Famille : Andrenidae
Sous-famille : Andreninae
Tribu :
Genre : Andrena
Espèce : Andrena florea

Difficulté de détermination

Statut de conservation

Données insuffisantes

Identification

• tête et thorax à pilosité brun jaune
• face ventrale à pilosité jaunâtre pâle
• tergites noirs et brillants
• tergites 1 et 2 en partie rouges
• apex des tergites 3 et 4 à transparence rougeâtre
• tarses et tibias 3 sombres

Femelle
• 12 segments antennaires
• 6 tergites
• brosse de récolte à la patte 3 (scopa)
• scopa brun noir dessus, blanchâtre dessous

Mâle
• 13 segments antennaires
• segment antennaire 3 nettement plus long que le 4
• 7 tergites

Taille

Femelle : 11 à 14,5 mm
Mâle : 9 à 12,5 mm

Habitat

Jardins, lisières, haies, landes

Répartition géographique

Semble largement répartie en France
Grande partie de l’Europe, du Danemark et des Pays-Bas au sud de l’Espagne et à l’est de la Russie. Au Royaume-Uni, sud-est de l’Angleterre. Afrique du Nord.
Cartes INPN et GBIF

Période d’observation

Biologie

Niche dans les sols sablonneux, souvent en bourgade. Les nids font 10cm de profondeur et comportent plusieurs cellules latérales.

Pollen récolté

Bryonia alba, Bryonia dioica (mais peut butiner d’autres plantes pour se nourrir)

Espèces semblables

A priori, une andrène avec ce look (notamment les premiers tergites oranges) et butinant de la bryone est très probablement une A. florea. Il existe deux espèces proches visuellement : Andrena rosae et Andrena trimmerana, dont le mâle a le 3ème segment antennaire plus court ou au plus aussi long que le 4ème (nettement plus long que le 4ème chez A. florea).

Sources

Le Monde des insectes
INPN
Steven Falk, Flickr
BWARS
Andrena florea et la bryone / Insectes n° 150

Retour aux Andrenidae Retour aux Hyménoptères

Smith, 1853

La femelle de cette petite abeille collecte le pollen destiné à ses larves dans son jabot, ne possédant pas de brosse de récolte

rdre : Hymenoptera
Sous-ordre : Apocrita
Infra-ordre : Aculeata
Super famille : Apoidea
Famille : Colletidae
Sous-famille : Hylaeinae
Tribu :
Genre : Hylaeus
Espèce : Hylaeus pictus

Difficulté de détermination

Statut de conservation

Données insuffisantes

Identification

• tête allongée
• existe une forme plus sombre avec un pronotum noir et un masque blanc, vivant en altitude

Mâle
• 13 articles atennaires
• 7 tergites
• scape non épaissi
• face entièrement jaune
• labre et mandibules à taches jaune
• scutellum jaune
• pronotum jaune
• pattes jaunes sauf une tache noire à la base des fémurs
• marge des tergites pâle

Femelle
• 12 articles antenaires
• 6 tergites
• fovéas hautes et courtes
• côtés de la face jaunes
• clypéus souvent taché de jaune ou de rouge
• longs espaces malaires
• pronotum, lobes du pronotum et tegulae à taches jaunes
• scutellum jaune ou noir
• propodeum arrondi à aire médiane ridée longitudinalement
• marge des tergites pâle

Taille

6 à 7,5mm

Répartition géographique

Europe occidentale, région méditerranéenne (Bulgarie, Chypre, Espagne, France, Grèce, Hongrie, Italie, Portugal)
Carte INPN
Carte GBIF

Période d’observation

Biologie

Le genre Hylaeus nidifie dans les tiges creuses de plantes, les trous dans le bois, le sol ou les vieux murs. Les nids ne contiennent que quelques cellules. Les cellules sont tapissées et cloisonnées par une pellicule transparente appliquée par la femelle avec la langue. Elle les remplit ensuite avec du pollen et du nectar qu’elle récolte dans son jabot, ne possédant pas de brosse de récolte. Un œuf est pondu par cellule. Je n’ai pas de précisions sur la biologie de cette espèce en particulier.

Espèces semblables

Pour le mâle :
Celui-ci a été identifié sur insecte.org (voir sujet). La coloration semble assez typique et unique.

Sources

INPN
Le Monde des insectes
Les espèces du genre Hylaeus F. en Europe
Les Hylaeus du département de la Manche
Arthropodafotos

Retour aux Colletidae Retour aux Hyménoptères

Scopoli, 1763

La chenille de cette espèce consomme les feuilles (de préférence celles qui sont fanées) de diverses plantes basses

Ordre : Lepidoptera
Sous-ordre : Glossata
Infra-ordre : Heteroneura
Super famille : Noctuoidea
Famille : Noctuidae
Sous-famille : Noctuinae
Tribu : Caradrinini
Genre : Caradrina
Espèce : Caradrina clavipalpis

Difficulté de détermination

Statut de conservation

Non évalué

Identification

• aile antérieure étroite, obtuse à l’apex
• coloration beige brunâtre
• 4 taches noires sur la costa
• réniforme roussâtre bordée de petits points blancs
• ligne roussâtre antémarginale
• ailes postérieures blanches

Chenille
• corps brun ou gris brun, plus pâle dessus et plus foncé sur les côtés
• ligne dorsale claire en pointillé, souvent moins visible à l’arrière
• ligne latérodorsale sinueuse et bordée de brun sombre

Taille

22 à 30mm d’envergure

Habitat

Prairies et jardins, forêts claires, ripisylves, jusqu’à 2000m

Répartition géographique

Toute l’Europe sauf le nord, jusqu’au Proche-Orient, jusqu’au nord de l’Inde vers l’est. Afrique du nord et subsaharienne.
En France, presque partout y compris en Corse
Cartes INPN et GBIF

Période d’observation

Vole en 2 à 3 générations

Hivernation

Chenille dans un cocon, dans lequel elle se nymphosera au printemps

Plantes hôtes

Polyphage sur plantes basses : Campanula, Lamium, Leontodon, Parthenocissus inserta, Plantago, Rumex acetosa, Stellaria media, Taraxacum

Espèces semblables

Celle-ci a été confirmée sur insecte.org. Elle est assez caractéristique, mais Caradrina montana peut-être semblable. Cette espèce serait absente d’Ariège et est répandue dans les Alpes, le Doubs, le Lot et l’Hérault.

Sources

• Field guide to the caterpillars of Great Britain and Ireland
• Papillons de nuit d’Europe volume 6, Noctuelles 2, NAP éditions
Le Monde des insectes
Plant Parasites of Europe
Oreina
Papillons de Poitou-Charentes
Lepiforum

Retour aux Noctuidae Retour aux Lépidoptères

Andersch, 1797

Ce superbe coléoptère vert métallique se développe dans le bois en décomposition de diverses espèces de chênes

Ordre : Coleoptera
Sous-ordre : Polyphaga
Infra-ordre : Scarabaeiformia
Super famille : Scarabaeoidea
Famille : Scarabaeidae
Sous-famille : Cetoniinae
Tribu : Cetoniini
Genre Eupotosia
Espèce Eupotosia affinis

Difficulté de détermination

Statut de conservation

Non évalué
Espèce déterminante ZNIEFF

Identification

• corps large et trapu
• coloration vert métallique (parfois violette en Corse), avec ou sans reflets dorés, sans taches blanches
• saillie mésosternale aplatie
• dépression longitudinale à l’arrière des élytres, le long de la suture, à ponctuation plus dense et plus forte
• tache écailleuse claire aux genoux

Femelle
• deux fortes impressions obliques sur le pygidium

Mâle
• pas d’impressions obliques sur le pygidium qui est bombé
• bord inférieur des fémurs postérieurs fortement échancré

Taille

18 à 24,5mm

Habitat

Milieux forestiers, garrigues et forêts de chênes, vergers, bocages et ripisylves, jusqu’à 2000m

Répartition géographique

En France, présente dans le tiers sud du pays.
Europe centrale et méridionale jusqu’en Asie Mineure
Carte INPN et GBIF

Période d’observation

Biologie

Les larves sont saproxylophages et affectionnent surtout les petites cavités des chênes. Elles se développent en 1 ou 2 ans.

Plantes hôtes

Quercus humilis, Quercus ilex, Quercus robur, Quercus suber, Quercus pubescens, Acer monspessulanum, Salix alba

Régime

Les adultes se nourrissent de fruits murs et d’exsudats d’arbres. Les larves se nourrissent de bois mort en décomposition.

Espèces semblables

Potosia cuprea est une espèce très variable, pouvant avoir des taches blanches ou non. La femelle ne possède pas de dépressions sur le pygidium. Le mâle ne possède pas d’échancrure au bord inférieur des fémurs postérieurs
Cetonischema speciosissima lui ressemble beaucoup à première vue mais il ne possède pas de tache blanche au genou ni de dépression sur la moitié postérieure des élytres, près de la suture.
• Les autres pouvant lui ressembler n’ont pas de tache blanche au genou

Sources

Clé illustrée des Cetoniidae de France
Contribution à l’inventaire des Cétoines du Tarn
INPN
Chorologie de Protaetia (Eupotosia) affinis en France
The Scarabs of the Levant

Retour aux Scarabaeidae Retour aux Coléoptères

Linnaeus, 1767

Ce coléoptère à l’allure singulière peut se rencontrer sur les cistes

Ordre : Cleoptera
Sous-ordre : Polyphaga
Infra-ordre : Cucujiformia
Super famille : Chrysomeloidea
Famille : Chrysomelidae
Sous-famille : Cassidinae
Tribu : Cassidini
Genre Dicladispa
Espèce Dicladispa testacea

Difficulté de détermination

Statut de conservation

Non évalué

Identification

• corps ovale brun roux
• fortes épines noires sur le corps

Taille

4,2 à 5,5mm

Habitat

Friches, garrigues, sur les cistes

Répartition géographique

Pourtour méditerranéen et côtes atlantiques de l’Espagne, du Portugal et sud de la France. Répandu en zone méditerranéenne jusqu’en Asie mineure
Cartes INPN et GBIF

Période d’observation

Biologie

La femelle fait une entaille sur une feuille avant d’y déposer un œuf qu’elle recouvre d’excréments. La larve est mineuse et se développe dans le limbe, formant une tache irrégulière à la face supérieure de la feuille. La nymphose se fait dans une nouvelle mine formant une large bande brune le long de la nervure médiane de la feuille.

Plantes hôtes

Cistus albidus, Cistus creticus, Cistus crispus, Cistus x florentinus, Cistus ladanifer, Cistus laurifolius, Cistus x laxus, Cistus monspeliensis, Cistus psilosepalus, Cistus salviifolius, Cistus symphytifolius.
Également sur Helianthemum.

Espèces semblables

Hispa atra est similaire mais il est de couleur noire et plus petit

Sources

• Coléoptères phytophages d’Europe vol2, Chrysomelidae, NAP éditions
INPN
Plant Parasites of Europe

Retour aux Chrysomelidae Retour aux Coléoptères

Linnaeus, 1753

Cette plante est l’hôte de très nombreuses espèces d’arthropodes, en plus d’être nectarifère et d’attirer un très grand nombre de pollinisateurs. A garder absolument au jardin !

Famille : Apiaceae

Difficulté de détermination

Statut de conservation

Préoccupation mineure à l’échelle nationale, européenne et mondiale

Identification

• tige ramifiée à rameaux étalés
• inflorescence en ombelle à 20-40 rayons
• ombelles contractées à la fin de la floraison, formant un nid
• fleurs blanches ou rosées
• petite fleur stérile noirâtre à pourpre au centre de l’ombelle (manquant parfois)
• involucre à longues bractées divisées en lanières linéaires
• involucelle à bractéoles linéaires, membraneuses au bord, entières ou trifides
• feuilles à contour oblong à triangulaire, 2 ou 3 fois complètement divisées en lanières étroites
• feuilles basales à forte odeur de carotte lorsqu’on les froisse
• fruit ovale recouvert d’aiguillons

La sous-espèce gummifer se rencontre sur les falaises et les lieux escarpés du littoral. Elle est plus trapue que la sous-espèce nominale, plus velue et ses ombelles ne se contractent pas en nid à la fin de la floraison. La fleur pourpre centrale est souvent absente.

La sous-espèce hispanicus se rencontre sur les falaises maritimes de la méditerranée. Ses ombelles sont convexes et ne se contractent pas en nid à la fin de la floraison. Ses feuilles sont épaisses, charnues et raides.

Type végétatif / Sexualité

Annuel, bisannuel ou vivace / Hermaphrodite

Taille

Plante : 4 à 100cm de haut
Ombelle : 40 à 100mm de diamètre

Habitat

Prairies et coteaux secs, de 0 à 2000m

Répartition géographique

Toute la France et la Corse
Europe, Asie occidentale et centrale, Sibérie, Afrique septentrionale.
Cartes INPN et GBIF

Période d’observation

Êtres vivants associés

Acarien Eriophyidae : Aceria carvi, Aculus eurynotus
Acarien Tetranychidae : Bryobia graminum
Coléoptère Carabidae : Scybalicus oblongiusculus, Ditomus calydonius, Tschitscherinellus cordatus, Carterus dama, Harpalus honestus, Harpalus dimidiatus, Harpalus distinguendus, Harpalus atratus, Harpalus affinis, Ophonus ardosiacus, Ophonus azureus, Harpalus tenebrosus, Ophonus incisus, Ophonus puncticollis, Ophonus cordatus, Ophonus parallelus, Anisodactylus signatus, Ophonus stictus, Harpalus rubripes, Harpalus sulphuripes, Carterus fulvipes, Ophonus diffinis, Ophonus ardosiacus, Ophonus azureus, Ophonus puncticollis, Ophonus cordatus, Ophonus melletii, Ophonus puncticeps, Harpalus tardus
Coléoptère Cerambycidae : Phytoecia pubescens, Musaria affinis, Phytoecia icterica, Phytoecia cylindrica
Coléoptère Chrysomelidae : Chrysolina peregrina
Coléoptère Curculionidae : Listroderes costirostris, Romualdius scaber, Barynotus obscurus, Neoglanis intermedius, Hypera conmaculata, Hypera rogenhoferi, Hypera pastinacae, Mecaspis alternans
Coléoptère Tenebrionidae : Opatrum sabulosum
Diptère Agromyzidae : Ophiomyia bohemica, Phytomyza chaerophylli, Phytomyza ferulae, Phytomyza heracleana (?), Phytomyza mylini, Napomyza carotae
Diptère Cecidomyiidae : Trotteria umbelliferarum, Kiefferia pericarpiicola, Lasioptera carophila
Diptère Psilidae : Psila fimetaria, Chamaepsila rosae
Hétéroptère Anthocoridae : Anthocoris nemorum
Hétéroptère Cydnidae : Tritomegas sexmaculatus
Hétéroptère Lygaeidae : Spilostethus saxatilis
Hétéroptère Miridae : Lepidargyrus ancorifer, Orthops campestris, Lygus rugulipennis, Orthops forelii, Orthops kalmii, Plagiognathus bipunctatus, Orthops basalis, Adelphocoris lineolatus
Hétéroptère Pentatomidae : Tholagmus strigatus, Graphosoma interruptum, Graphosoma italicum, Ancyrosoma leucogrammes, Tholagmus flavolineatus, Derula delagrangei, Graphosoma semipunctatum, Carpocoris purpureipennis, Carpocoris fuscispinus
Hétéroptère Rhopalidae : Corizus hyoscyami
Hétéroptère Tingidae : Tingis auriculata
Homoptère Aleyrodidae : Bemisia tabaci
Homoptère Aphalaridae : Craspedolepta innoxia
Homoptère Aphididae : Dysaphis foeniculus, Hyadaphis coriandri, Myzus persicae, Rhopalosiphoninus latysiphon, Semiaphis dauci, Aphis fabae, Hyadaphis foeniculi, Dysaphis crataegi, Pemphigus passeki, Pemphigus phenax, Dysaphis apiifolia, Aphis lambersi, Cavariella aegopodii
Homoptère Cicadellidae : Eupteryx atropunctata
Homoptère Diaspididae : Pseudaulacaspis pentagona
Homoptère Liviidae : Diaphorina chobauti (?)
Homoptère Pseudococcidae : Phenacoccus neohordei
Homoptère Triozidae : Trioza lautereriella, Trioza carpathica, Bactericera tremblayi, Bactericera crithmi, Trioza apicalis, Trioza anthrisci, Bactericera nigricornis, Bactericera trigonica
Hyménoptère Eurytomidae : Systole albipennis, Systole tuonela
Hyménoptère Tenthredinidae : Macrophya chrysura
Lépidoptère Crambidae : Nomophila noctuella, Sitochroa palealis
Lépidoptère Depressariidae : Agonopterix feruliphila, Agonopterix yeatiana, Agonopterix capreolella, Agonopterix ciliella, Agonopterix heracliana, Agonopterix purpurea, Agonopterix rotundella
Lépidoptère Elachistidae : Depressaria daucivorella, Depressaria albipunctella, Depressaria pulcherrimella, Depressaria marcella, Depressaria douglasella, Depressaria depressana
Lépidoptère Epermeniidae : Epermenia profugella, Epermenia aequidentellus, Epermenia chaerophyllella
Lépidoptère Geometridae : Apochima flabellaria, Aspitates ochrearia, Eupithecia tripunctaria, Lycia zonaria, Eupithecia extraversaria, Eupithecia centaureata, Peribatodes rhomboidaria, Idaea nigra, Xanthorhoe spadicearia, Thalera fimbrialis
Lépidoptère Hepialidae : Triodia sylvina
Lépidoptère Noctuidae : Thysanoplusia daubei, Thysanoplusia orichalcea, Agrotis exclamationis, Melanchra persicariae, Ceramica pisi, Cucullia lucifuga (?), Amphipyra tragopoginis, Autographa gamma, Eucarta amethystina
Lépidoptère Nymphalidae : Vanessa cardui
Lépidoptère Papilionidae : Papilio machaon
Lépidoptère Pyralidae : Hypotia corticalis
Lépidoptère Tortricidae : Aethes bilbaensis, Clepsis pallidana, Pammene gallicana, Cnephasia incertana, Philedonides lunana, Aethes francillana, Aethes williana
Lépidoptère Zygaenidae : Zygaena cynarae (rarement)
Thysanoptère Aeolothripidae : Aeolothrips collaris, Aeolothrips tenuicornis, Aeolothrips intermedius
• Thysanoptère Thripidae : Thrips tabaci, Thrips atratus, Frankliniella occidentalis, Frankliniella occidentalis, Thrips major, Frankliniella intonsa
Nématode : Ditylenchus dipsaci, Hemicycliophora conida, Heterodera carotae, Meloidogyne hapla, Nacobbus aberrans
Champignon : Thielaviopsis thielavioides, Synchytrium aureum, Erysiphe heraclei, Leveillula braunii, Leveillula lanuginosa, Cercospora apii, Neocercospora carotae, Plasmopara dauci, Alternaria dauci, Mycocentrospora acerina, Uromyces graminis, Uromyces lineolatus, Puccinia chaerophylli, Buerenia inundata, Protomyces macrosporus
Bactérie : Agrobacterium tumefaciens

Espèces semblables

Le fleur stérile purpurine au centre de l’ombelle est caractéristique, mais elle peut manquer ou être bien cachée.
Visnaga daucoides est un peu similaire mais elle ne possède pas cette fleur purpurine au centre de l’ombelle et ses feuilles sont découpées en segments linéaires et entiers.
• Il existe une espèce très proche, très rare et méconnue : Daucus bicolor. Sur l’INPN, il n’y a qu’une observation dans le sud est de la France. Ses fruits mesurent 4 à 8mm (contre 2 à 4mm chez D. carota).

Sources

FLOREALPES
Tela Botanica
INPN
Infoflora
Wikipédia
Maflorefc
Notesdeterrain
Plant Parasites of Europe

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Latreille, 1805

Les guêpes de ce genre chassent diverses cicadelles pour nourrir leurs larves

Ordre : Hymenoptera
Sous-ordre : Apocrita
Infra-ordre :
Super famille : Apoidea
Famille : Crabronidae
Sous-famille : Bembicinae
Tribu : Bembicini
Genre : Gorytes
Espèce : 

Difficulté de détermination du genre

Difficulté de détermination des espèces

Identification

• coloration noire et jaune
• bord interne des yeux convergents vers le bas (parfois peu chez les femelles)
• enclos propodeal fortement sculpté
• gastre à segment 1 généralement court
• bandes jaunes ou blanchâtres à l’apex des tergites
• 3 cellules submarginales à l’aile antérieure, la seconde non pétiolée
• nervure médiane de l’aile postérieure divergeant avant le nervulus (parfois un peu après)

Femelle
• 12 segments antennaires
• 6 segments abdominaux
• peigne tarsal 1 bien développé
• aire pygidiale triangulaire et aplatie

Mâle
• 13 segments antennaires
• 7 segments abdominaux

Ce genre est assez complexe et il n’est pas toujours possible d’identifier les individus à l’espèce. Il existe 74 espèces dans le monde (33 en région Néarctique, 1 en région Néotropicale, 5 présentes dans ces deux dernières régions, 26 en région Paléarctique, 6 en région Afrotropicale et 3 en région Orientale

Femelles

1 : Bords internes des yeux faiblement convergents vers le clypeus ; distance entre le bord interne de l’oeil et une insertion antennaire au moins égale au diamètre de cette dernière. Lobe pronotal noir => 2
– Bords internes des yeux fortement convergents vers le clypeus ; distance entre le bord interne de l’oeil et une insertion antennaire inférieure au diamètre de cette dernière. Lobe pronotal souvent jaune => 5

2 : Bandes des tergites blanchâtres, étroites, parfois interrompues au milieu. Clypeus noir. Fémurs (sauf la base des fémurs 1), tibias et tarses ferrugineux : albidulux
– Bandes des tergites jaunes, souvent larges, continues. Fémurs en majeure partie noirs ; pattes souvent tachées de jaune => 3

3 : Partie supérieure de la métapleure sans stries horizontales. Une fine ligne enfoncée entre l’ocelle intérieur et les insertions antennaires. Fémurs noirs ou étroitement tachés de clair à l’apex. Clypeus noir ou avec une bande noire en avant. Bandes des tergites larges, jaunes => planifrons
– Partie supérieure de la métapleure avec quelques stries horizontales. Pas de ligne enfoncée nette sur le front. Fémurs, surtout les fémurs 1, généralement avec de grandes taches jaunes à la face inférieure => 4

4 : Clypeus noir ou fortement taché de noir. Bord interne des yeux avec une tache jaune au niveau des insertions antennaires ; parfois de petites taches jaunes au-dessus de ces dernières. Bandes des tergites généralement étroites => quadrifasciatus
– Clypeus jaune à bordure antérieure ferrugineuse ou noire généralement très étroite. Bord interne des yeux avec une bande jaune atteignant le clypeus ; des taches jaunes au-dessus des insertions antennaires. Bandes des tergites larges, surtout sur le 2 => laticinctus

5 : Face latérale du propodeum réticulée sur toute sa surface, y compris en avant du sillon stigmatique. Mésopleure ponctuée et plus ou moins striée. Tête entièrement noire, sauf la face inférieure du funicule => nigrifacies
– Face latérale du propodeum entièrement ou en grande partie lisse dans sa partie antérieure en avant du sillon stigmatique. Mésopleure très rarement un peu striée, parfois ponctuée. Tête rarement aussi foncée => 6

6 : Aire pygidiale en triangle régulier, striée en long, parfois avec quelques points entre les stries => 7
Aire pygidiale à gros points espacés sur un fond microsculpté => 9

7 : Lobe pronotal et mésopleure noirs. Trochanters et majeure partie des fémurs 3 noirs => schlettereri
– Presque toujours une tache jaune sur l’épisterne mésothoracique et généralement aussi sur le lobe pronotal. Trochanters et fémurs 3 jaunes ou ferrugineux, ou peu tachés de noir => 8

8 : Scutum avec de gros points espacés nettement marqués, en plus de la microponctuation. Enclos propodéal à striation irrégulière. Clypeus jaune, labre noir. Fémur 2 en grande partie noir, l’apex jaune ferrugineux => quinquecinctus
– Scutum avec des points espacés peu distincts de la microponctuation. Enclos propodéal généralement avec une striation longitudinale régulière. Clypeus et labre jaunes. Fémur 2 en grande partie jaune. Deux sous-espèces => sulcifrons

9 : Aire pygidiale en triangle régulier, à points espacés, glabre………………….. 10
– Aire pygidiale rétrécie en arrière, ses côtés légèrement concaves, à ponctuation plus ou moins dense, sa partie postérieure velue => 13

10 : Gastre à macroponctuation très distincte. Fémur 1 brusquement élargi à la base. Carène acétabulaire plus longue que chez les autres espèces => pleuripunctatus
– Gastre sans ponctuation nette ou à points très fins et épars. Fémur 1 progressivement élargi à la base. Carène acétabulaire courte => 11

11 : Scutum lisse. Enclos propodéal lisse avec de courtes stries en avant => africanus (absente de France)
– Scutum avec des points espacés, parfois fins, mais nets. Enclos propodéal généralement strié sur toute sa surface, ou lisse seulement en arrière => 12

12 : Scutum brillant, avec une microponctuation très fine et des points forts bien distincts. Tergite II avec de petits points espacés. Aire pygidiale mate. Fémurs 1 et 2 largement tachés de jaune distalement => quinquefasciatus
– Scutum mat du fait d’une dense microponctuation ; macropunctuation peu distincte de la microsculpture. Tergite II sans points distincts. Aire pygidiale brillante, au moins en arrière. Fémurs 1 et 2 faiblement tachés de jaune à l’apex => fallax

13 : Gastre et mésopleure nettement ponctués. Antenne très peu épaissie à l’extrémité, les avant-derniers articles au moins 1,5 fois plus longs que larges. Fémur 1 entièrement ou presque entièrement clair => foveolatus (absente de France)
– Gastre sans ponctuation distincte ; mésopleure à ponctuation faible et espacée. Antenne noire nettement épaissie à l’extrémité, les avant-derniers articles à peine plus longs que larges. Fémur I en majeure partie noir => procrustes

Mâles

1 : Bandes des tergites blanchâtres, interrompues au milieu, l’interruption de plus en plus large du tergite II à IV. Front et scutum sans macroponctuation distincte => albidulus
– Bandes des tergites généralement jaunes et continues ; si elles sont blanchâtres et interrompues, front et scutum avec une macroponctuation distincte => 2

2 : Tergite I en général nettement strié à la base (présence de petites stries en plus des 2 carènes dorsales). Front, scutum et gastre sans macroponctuation distincte. Lobe pronotal presque toujours noir, mais épisterne mésothoracique généralement avec une tache jaune => 3
– Tergite I sans stries longitudinales à la base entre les 2 carènes dorsales. Front et scutum souvent avec une macroponctuation distincte. Lobe pronotal souvent jaune ; épisterne parfois taché de jaune => 5

3 : Métapleure non striée à sa partie supérieure. Front avec une fine ligne enfoncée entre l’ocelle antérieur et les insertions antennaires => planifrons
– Métapleure avec quelques stries horizontales à sa partie supérieure. Front sans ligne médiane enfoncée ou avec une ligne peu distincte => 4

4 : Bandes des tergites larges, celle du tergite II occupant au moins le 1/3 du tergite. Ecusson frontal (aire triangulaire placée entre la suture fronto-clypéale et les insertions antennaires) presque toujours taché de jaune. Bande jaune contre le bord interne des yeux atteignant ou presque le bord supérieur du clypeus => laticinctus
– Bandes des tergites étroites. Ecusson frontal noir. Bande jaune contre le bord interne des yeux séparée du bord supérieur du clypeus par une distance généralement supérieure à la plus grande largeur de la bande; rarement face entièrement noire => quadrifasciatus

5 : Face latérale du propodeum réticulée sur toute sa surface, y compris en avant du sillon stigmatique. Mésopleure ponctuée et plus ou moins striée. Scape noir, parfois un peu marqué de jaune à l’extrémité. Clypeus noir ou plus ou moins taché de jaune => nigrifacies
– Face latérale du propodeum, en avant du sillon stigmatique, entièrement ou en grande partie lisse. Mésopleure très rarement ponctuée et striée. Face inférieure du scape et clypeus souvent jaunes => 6

6 : Gastre et mésopleure à points enfoncés bien marqués => 7
– Gastre non ponctué ou seulement avec des points très fins épars => 8

7 : Carène acétabulaire courte. Avant-derniers articles des antennes 2 fois plus longs que larges. Labre noir => foveolatus (absente de France)
– Carène acétabulaire plus longue que chez les autres espèces. Avant-derniers articles des antennes à peine 1,5 fois plus longs que larges. Labre jaune => pleuripunctatus

8 : Scape, lobe pronotal et mésopleure noirs. Scutum sans macroponctuation distincte, mais à microponctuation assez forte => schlettereri
– Scape taché de jaune au-dessous. Lobe pronotal et/ou épisterne mésothoracique souvent tachés de jaune. Scutum souvent avec une macroponctuation => 9

9 : Moitié postérieure du metanotum munie de courtes stries longitudinales. Scutum semi-mat du fait d’une microponctuation dense, la macroponctuation peu distincte => fallax
– Metanotum non strié, tout au plus avec une sculpture confuse à son bord postérieur => 10

10 : Scutum sans macroponctuation. Labre jaune => 11
– Scutum avec une macroponctuation distincte, quoique fine parfois. Labre souvent noir => 12

11 : Enclos propodéal strié seulement à la base => africanus (absente de France)
– Enclos propodéal strié sur toute sa surface ou presque, à stries généralement régulières et peu sinueuses => sulcifrons

12 : Partie médiane des sternites IV et V, et base du VI, avec une pilosité assez longue, bien visible de profil. Enclos propodéal avec une striation souvent effacée en arrière; sur la face latérale, la striation s’efface plus ou moins avant d’atteindre le sillon stigmatique. Bord interne des yeux souvent sans ligne jaune. Bandes des tergites étroites, souvent interrompues => quinquefasciatus
– Les derniers sternites sans longue pilosité. Enclos propodéal toujours entièrement strié ; face latérale striée jusqu’au sillon stigmatique. Généralement une étroite ligne jaune au bord interne des yeux => 13

13 : Réticulation du propodeum plus irrégulière et plus grossière. Dessins toujours jaunes. Bandes des tergites très rarement interrompues => quinquecinctus
– Réticulation du propodeum moins irrégulière et moins grossière. Dessins souvent blanchâtres. Bandes des tergites souvent interrompues => procrustes

Taille

7 à 14 mm

Répartition géographique

Répandu surtout en Europe et Amérique du nord, mais le genre est présents dans les régions Néarctique, Néotropicale, Paléarctique, Afrotropicale et Orientale.
Carte GBIF

Période d’observation

Biologie

Les nids sont creusés dans le sol et ne comportent qu’une seule galerie. Les proies sont des Homoptères des familles Cicadellidae, Fulgoridae, Cercopidae et Membracidae. Les adultes sont souvent observés sur les fleurs (Euphorbiaceae, Apiaceae…).

Genres semblables

Je n’ai rien trouvé de similaire avec ce look et ces yeux convergents vers le bas lorsque j’ai tenté d’identifier celui présenté ici (mais tous les Gorytes n’ont pas les yeux convergents ainsi). Il a été confirmé au niveau du genre sur insecte.org.
• Le genre Argogorytes est assez ressemblant. Certaines espèces ne possèdent que 3 bandes jaunes sur l’abdomen, ce qui élimine le genre Gorytes qui en a toujours plus de 3. Sinon, Il faut examiner la nervation de l’aile postérieure : chez le genre Gorytes, la nervure médiane diverge avant le nervulus, elle diverge après chez le genre Argogorytes. Le genre Argogorytes a également le sternite 2 très anguleux à la base, ce qui n’est pas le cas des Gorytes. Les femelles d’Argogorytes ne possèdent pas de peigne tarsal.

Sources

Faune de France 82 : Hyménoptères Sphecidae V2
Le Monde des insectes
Key and new records for the western palaearctic species of Gorytes LATREILLE 180
The new species Gorytes mikhailovi sp. nov. from Kazakhstan with a key to the Palaearctic species of Gorytes Latreille, 1804

Pour celui-ci (sujet sur insecte.org ici), je suis assez vite coincée dans la clé. J’ai tenté de procéder par élimination :

albidulus : bandes des tergites jaunes et interrompues
planifrons : pas de macroponctuation sur le scutum
laticinctus : pas de macroponctuation sur le scutum
quadrifasciatus : pas de macroponctuation sur le scutum
nigrifacies : scape noir, parfois un peu marqué de jaune à l’extrémité ; clypeus noir ou plus ou moins taché de jaune
pleuripunctatus : bande jaune le long du bord interne des yeux
schlettereri : scape, lobe pronotal et mésopleure noirs
sulcifrons : pas de macroponctuation sur le scutum

Il reste fallax, quinquefasciatus, quinquecinctus et procrustes qui sont assez complexes à différencier et encore plus avec aussi peu de photos…

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Bouché, 1847

Les larves de cette petite mouche forment des galles sur les feuilles terminales des tiges de bryone

Ordre : Diptera
Sous-ordre : Nematocera
Infra-ordre : Bibionomorpha
Super famille : Sciaroidea
Famille : Cecidomyiidae
Sous-famille : Cecidomyiinae
Tribu :
Genre Jaapiella
Espèce Jaapiella bryoniae

Difficulté de détermination de la galle

Statut de conservation

Non évalué

Identification

• galle sur les feuilles à l’extrémité de la tige
• les feuilles forment un bourgeon gonflé et très velu
• larves blanches et grégaires

Répartition géographique

Cartes INPN et GBIF

Biologie

Les larves se nymphosent dans la galle dans un cocon blanc. Il y a 2 à 3 générations par an.

Plantes hôtes

Cucurbitaceae : Bryonia alba, Bryonia dioica

Espèces semblables

Aucune autre ne fait de telles galles sur la bryone. Jaapiella parvula n’attaque pas les feuilles mais les boutons floraux.

Sources

INPN
Plant Parasites of Europe

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Christ, 1791

Cette andrène est assez difficile à reconnaitre. La coloration de la troisième paire de pattes et de la frange anale de l’abdomen permet de réduire les choix dans l’identification

rdre : Hymenoptera
Sous-ordre : Apocrita
Infra-ordre : Aculeata
Super famille : Apoidea
Famille : Andrenidae
Sous-famille : Andreninae
Tribu :
Genre : Andrena
Espèce : Andrena fulvago

Difficulté de détermination

Statut de conservation

Données insuffisantes

Identification

Femelle
• 12 segments antennaires
• 6 tergites
• soies brunes sur le thorax
• tibia et tarse 3 oranges
• tergites brillants à franges de soies peu marquées
• scopa orange à soies plumeuses
• frange anale rousse

Mâle
• 12 segments antennaires
• 6 tergites
• tibias et tarses 3 oranges

Taille

9 à 10mm

Habitat

Prairies ouvertes

Répartition géographique

Semble assez largement répartie en France
Europe centrale et du sud
Cartes INPN et GBIF

Période de vol

Biologie

Comme toutes les Andrènes, elle creuse un terrier dans le sol où elle déposera du pollen qui nourrira sa larve.

Pollen collecté

Asteraceae, mais peut butiner d’autres plantes pour se nourrir

Parasites

Hyménoptère Apidae : Nomada facilis

Espèces semblables

Celle-ci a été identifiée sur insecte.org en probable, mais pas certaine. L’espèce la plus proche, présentant les mêmes caractères (couleur de la scopa et de la patte 3, soies des tergites…) est Andrena hesperia. Cette dernière a le dessus du thorax chagriné.

Sources

Le Monde des insectes
Steven Falk Flickr
BWARS
Atlashymenoptera
INPN

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